Phương pháp cấy mô hoa lan - Nguyễn Công Nghiệp

Phương pháp cấy mô có nhiều ưu điểm :

- Đây là phương pháp nhân giống vô tính vì thế nó đảm bảo hoàn toàn đặc tính của cây cha mẹ.

- Cây con không bị nhiễm bệnh.

-Mầm để cấy lúc nào cũng có sẵn không mất thờ gian chờ đợi trái chín như cây gieo hạt.

Tuy nhiên, việc cấy mô phải được thực hiện với một qui trình thật nghiêm túc và tỉ mỉ, điều kiện về trang thiết bị đầy đủ và mô chỉ phát triển trên một môi trường hoàn toàn nhân tạo và vô trùng.

- Điều kiện nuôi cấy :

Có nhiều môi trường khác nhau được dùng trên thế giới để nuôi cấy mô như Knudson 's C, Yamada, Singapo, Kyoto, Heller, Vacin và Went, Murashige và Skoog, Knop. Mỗi nhà vườn trồng lan trên thế giới đều dùng các môi trường khác nhau với kinh nghiệm riêng.

Theo Merel (1960), môi trường Knudson's C dùng rất tốt để cấy cho hầu hết các loài lan, tuy nhiên cũng có thể thay đổi thành phần chút ít như giảm nitrat canxi xuống 500mg mỗi lít và thêm 500mg sunfat amôn, hay nitrat amôn thêm vào 250mg KCl mỗi lít rất cần thiết cho sự tăng trưởng cơ quan.

Nhiều tác giả khác dùng các môi trường Vacin và Went, Mu rashige và Skoog, Heller... cấy mô rất tốt cho các loài thuộc nhóm đơn thân.

Việc sử dụng các chất điều hòa sinh trưởng, như ANA với nồng độ phần triệu (ppm), hoặc 2,4D 1 - 2 ppm rất phổ biến ở nhiều tác giả khác nhau. Bà Lê Tuệ Quang (1981) khuyên nên giảm nồng độ các chất điều hòa sinh trưởng trong những lần cấy chuyền. Các chất chiết trái cây cũng được đề nghị như nước cốt cà chua, nước chuối, nước khoai tây... nhưng chúng chỉ có hiệu quả trong các lần cấy chuyền hơn là lần cấy đầu tiên, và thể tích cũng không qua 10% môi trường cấy.q ột màng

Xaccaroz gây ra sự kích thích mô cấy đối với một số loài lan, và ngược lại cũng gây ra sự ức chế đối với một số loài khác.

Citokinin có hiệu quả gây sự mọc chồi với đa số loài và với nhiều bộ phận của cây lan. Nhưng những loài hoặc những bộ phận của cây không chịu ảnh hưởng của citokinin, chúng được thay thế bằng axit trans- cinnamic.

Nhiệt độ lý tưởng cho việc nuôi cấy là 22°C + 1 cho đa số các loài đa thân và 26°C + 3 cho đa số các loài đơn thân.

Ánh sáng nhân tạo được cung cấp bởi 2 loại đèn huỳnh quang và đèn nóng sáng. Ánh sáng phải được sử dụng liên tục với quang kỳ 16 giờ, 18 giờ hoặc 24 giờ tùy loài và cường độ cũng thay đổi từ 1.000 đến 2lm / (m ^ 2) khi cây bắt đầu lớn, cường độ ánh sáng có thể tăng lên đến 18lm / (m ^ 2) và quang kỳ giảm xuống. Các đèn phải đặt cách môi trường cấy 0, 4 + 0, 5m

+ Cách thử pH môi trường cấy :

Độ pH của môi trường thích hợp cho mô phát triển, trong khoảng 4,8 - 5,5, thông thường biên độ pH trong khoảng 5 - 5,2 là tốt nhất. pH của môi trường có thể thử bằng các chất chỉ thị màu như :

-Bromo cresol green (Tetrabromo-in-cresol-sun- fonphtalein) với liều lượng 0,10g trong 7,15ml dung dịch hidroxit natri (NaOH) N / 50 pha loãng nước tới 250ml, có màu xanh khi dung dịch trung tính, vàng cam khi pH = 5, 4 . Ở thời điểm này nhỏ 1 - 2 giọt axitphotphoric đậm đặc để giảm độ pH, và pH = 5, 2 không nên để ph môi trường xuống quá thấp dưới 4,8, nếu có trường hợp này xảy ra ta tăng thêm dung dịch hydroxit potat de tăng độ pH.

- Hidroxit natri sunfonat alizirin ( 1g / 1 * ml nước) : có màu tím chuyển sang màu vàng khi pH = 5, 2 

- Congo red tetrazodi - phenilaptionat natri (1g/1.000ml nước) : có màu xanh ở pH = 5, 2

- Máy lắc :

Các kết quả về cấy mô cho biết rằng, môi trường lông được xáo trộn trên máy lắc có hiệu quả hơn môi trường đặc. Tốc độ quay của máy lắc thay đổi tùy theo loài lan và giai đoạn cấy. Trong giai đoạn đầu, nhờ bộ phận biến trở, ta điều chỉnh máy lắc với tốc độ 1/4 - 1/5 vòng/phút, tốc độ này nhằm mục đích làm cho môi trường dinh dưỡng hòa đều, sau đó tốc độ tăng dần 100 vòng/phút phổ biến cho các loài, 160 vòng/phút cho Cattleya và Dendrobium 200 230 vòng / phút cho Cymbidium.

Thời gian của mô quay trên máy lắc có thể thay đổi tùy loài lan, thường từ 3 - 4 tuần.

Việc sử dụng máy lắc có những lợi điểm sau đây:

- Tăng tối đa việc phát triển của mô qua việc loại trừ hiện tượng phân cực của nó.

- Ngăn chặn các ức chế do mô tiết ra bằng cách hòa tan các chất này.

- Giúp môi trường thoáng khí, qua đó sẽ hô hấp, tổng hợp protein hấp thụ muối khoáng của tế bào. 

- Môi trường lỏng sẽ gia tăng bề mặt tiếp xúc của mô đối với các chất dinh dưỡng. 

Tuy nhiên môi trường lỏng chỉ giúp mô cấy hình thành protocorn, muốn phát triển thành cây hoàn chỉnh phải chuyển sang môi trường đặc.

+ Các cách khử trùng:

- Môi trường cấy và nước cất phải được tiệt trùng ở nồi hấp ở áp suất 15 PSI trong 10 - 30 phút.

- Các dụng cụ dùng cho cấy mô sau khi tiệt trùng ở nồi hấp, đều phải được tiệt trùng sau mỗi lần dùng đến bằng cách nhúng cồn 90° rồi hơ trên ngọn lửa, hoặc nhúng vào dung dịch Clorox 10%, rồi nhúng vào nước cất khử trùng.

- Tủ cấy được khử trùng bằng đèn cực tím.

- Phòng nuôi mô được khử trùng bằng fomon.

Chồi cấy mới cắt khỏi giả hành chưa được bóc vây khử trùng trong dung dịch Clorox 10% trong 5 phút, sau khi cắt hết lá khử trùng trong dung dịch Clorox 5% trong 5 phút, và cuối cùng cắt thành mô cấy được khử trùng lần cuối cùng trong Clorox 1% trong 3 phút. Cùng có thể dùng xà phòng rửa bề mặt chồi cấy, sau đó bóc vảy và khử trùng trong Hipoclorit canxi 7% trong 15 phút. Nhiều người khuyên HgCl2 rất độc cho mô cấy, nên ít được dùng, thực tế có thể dùng HgCl2 với nồng độ 0,1% trong 7 phút rất phải lọc cho mỗi lần dùng và có thể pha chế sẵn để dùng cho những lần kế tiếp.

+ Vật liệu cấy:

Nhờ tiến bộ về khoa học, ngày nay trên thế giới người ta có thể cấy nhiều bộ phận khác nhau của cây lan để hình thành các thể giống protocorm (protocorm like bodies) viết tắt là plbs, nhưng thể tích của mô cấy chỉ biến đổi từ 1 - 3mm ^ 2 Mô cấy có thể là:

- Phân sinh mô đỉnh và phân sinh mô bên (apicamerisrtem and laterat meristem):

- Morel1960, 1965a, 1965b, 1971.

- Wimber 1963.

- Sagawa, Shoji và Shoji, 1966, 1967.

- Seully và Mohr 1967.

- M. Vajrabhava và T. Vajrahhaya, 19

Cọng hoa (Stalk):

- Rotor, 1949.

- Savawa, Niimoto 1960.

- Sagawa, 1961.

- Seully, 1965.

- Wrata và Iwanaya 1965.

- Singh và Sagawa 1972.

- Intuwong, Kunisaki, Sagawa 1972.

- Đáy lá (leaf base):

- Champagnat, Morel Mounetou 1970.

- Đỉnh lá (leaf tip):

- Arditti, Ball, Churchill 1971, 1972, 1973, 1974.

- Đỉnh tược (Shoott tip) :

- Kunisaki, Kim, Sagawa 1972.

- Teo, Kunisaki, Sagawa 1973.00

- Intuwong, Sagawa 1974.

- Hoa tự (Inflorescence):

- Intuwong, Sagawa 1973.

- Nốt (Node):

- Mosich, Ball, Arditti 1974.

Căn cứ vào kết quả đạt được, chúng tôi tạm sắp xếp lan làm 5 nhóm khác nhau, theo điều kiện cấy mô phân sinh từ dễ đến khó.

- Nhóm thứ nhất, dễ : gồm các loài thuộc giống Cymbidium, Phaius, Miltonia, Oncidium...

- Nhóm thứ hai, trung bình : gồm các loài thuộc giống Cattleya, Dendrobium...

- Nhóm thứ ba khó : gồm các loài thuộc giống đơn thân như Rhynchostylis, Vanda, Phalaenopsis...

- Nhóm thứ tư, khó : gồm các bộ phận khác ngoài mô phân sinh của đỉnh (ngọn) và mô phân sinh bên.

- Nhóm thứ năm, rất khó : gồm các giống thuộc bộ Diandrae.

Phương pháp cấy mô từ mô phân sinh ngọn, là phương pháp đầu tiên áp dụng cho cây lan Cymbidium bởi Morel 1960, nay rất phổ biến. Phôi của cây lan phát triển trong tình trạng rất đặc biệt, nó gồm một tế bào nhỏ không có sự chuyên biệt hay phân cực gì cả. Đang trong lúc nẩy mầm, phôi này tạo ra một khôi căn nhỏ màu luc và sinh ra rê giả (rhizoid). Rồi ở trên dình hơi màu lúc xuống, là nơi mà mô phân sinh được chi trước hết nó sinh ra một lá thô, rồi 2 hoặc 3 lá lớn hơn, chồi được hình thành và chỉ lúc đó rễ đầu tiên mới xuất hiện dưới gốc chồi này.

Mô phân sinh ngọn của nhiều loài lan khi được phần lập vô trùng và nuôi cấy trong ống nghiệm nó sinh ra các thể giống protocorm (viết tắt là Plbs), về hình thái tương tự như protocorm tạo ra bởi phôi, và cuối cùng cũng tái sinh ra một cây bình thường và hoàn bị như vậy.

Khi đã có Plbs rồi, người ta cắt thành từ 3 - 6 phần, mỗi phần sẽ khỏi sự đâm chồi và chưa đầy một tháng sẽ sản xuất đến 12 plbs mới, tiến trình này có thể tiếp tục mãi, vì thế mỗi tháng có thể nhân được 4 lần con số cây đó và chỉ sau một năm sẽ có đến 4 triệu cây con từ một chồi duy nhất. Khi người ta ngừng cắt, mỗi mầm sẽ tái sinh một cây lan mới. Riêng các loài thuộc giống Vanda, plbs không cần cắt, qua quá trình lắc, các tế bào bị vàng ra và hình thành các plbs mới. Một số loài khác chỉ cấy chuyền giới hạn trong một số lần nhất định, nếu không các plbs bị hiện tượng clorotic.

Cây gieo hạt thường được trồng trong điều kiện vô trùng, do đó việc cấy phân sinh mô đỉnh của chúng sẽ thực hiện dễ dàng hơn cây lớn ngoài thiên nhiên. Tuy nhiên phương pháp này không nên áp dụng vì cây cây mô gieo hạt chưa trổ hoa, sẽ không cho ta biết chắc chắn đặc tính của hoa và cây sẽ có, nhất là các lòai lan lai mang đặc tính dị hợp tử cao, phương pháp nhân giống vô tính từ một cây hữu tính, chưa biết đặc tính, thì các loại hoa sẽ có trong tương lai đều mang tính chất may rủi.

1. Cấy mô nhóm 1

1.1. Cấy mô nhân sinh giống Cymbidium trên môi trường đặc (morel 1960).

+ Vật liệu cấy:

Các chồi Cymbidium mới mọc từ giả hành được trồng lại trên môi trường ẩm, dùng dao nhỏ cắt bỏ rễ, lá vảy, mô chết. Dùng xà bông và nước chải nhẹ các hành và bỏ đi các vảy bao phủ chồi đã khô trước. Kế đó nhúng mô vào cồn vài giây và khử trùng trong một dung dịch Hipoclorit canxi với nồng độ 60g/lít trong 20 phút. Cuối cùng mô được nhúng vào nước cất khử trùng và phơi khô với giấy lọc. 

Việc cắt mô phân sinh được thực hiện dưới một kính lúp ở trong một phòng trống trải : Kích thước mô cấy khoảng 1mm². Mô phân sinh được lấy ra bằng 4 vết cắt thẳng góc chung quanh mầm lá và một vết cắt ở ngay bên trái bằng một lưỡi lam đã được khử trùng bằng cồn và rửa lại bằng nước cất vô trùng. Đặt mô cấy lên bề mặt môi trường đựng trong ống nghiệm, trong một tủ cấy vô trùng, tất cả các động tác được tiến hành trên ngọn đèn cồn. Cuối cùng dùng bông gòn thấm nước nhét chặt miệng ống nghiệm để tránh sự nhiễm nấm.

+ Điều kiện nuôi cấy :

- Môi trường Knudson C.

- pH môi trường là 5,2.

- Ánh sáng 1lm / (m ^ 2)

-Quang kỹ 14 giờ. Bươu

- Nhiệt độ 21°C.

- Ông nghiệm.

+ Quan sát và kết quả :

Mô cấy không có gì biến đổi được 2 hoặc 3 tuần lễ, sau đó mô cấy bắt đầu to và trở nên xanh và thường cần 2 tháng mới có được các plbs, với các rễ giả dài đến vài milimét nếu mô cấy quá bé phải mất từ 3 - 4 tháng. Khi thấy lá đầu tiên dưới dạng một vảy nhỏ, lấy plbs ra, đặt trên một đĩa petri vô trùng, cắt thành 4 hoặc 6 miếng ngay qua trục giữa. Cấy chuyền các mảnh cắt nầy trở lại môi trường Knudson C nhưng có pha thêm nước chiết thực vật không quá 10% thể tích môi trường. Mặt cắt lành lại rất nhanh và chỉ sau 1 thánh trở thành một plbs mới sẵn sàng được cắt.

+ Kết luận :

- Mô cấy không được bé hơn 1mm², vì như thế sự hình thành plbs rất chậm.

Môi trường cấy chuyền có thêm chất chiết thực vật sẽ giúp plbs hình thành nhanh hơn môi trường không có chất chiết. Tuy nhiên không nên sử dụng quá 10% thể tích môi trường và không nên dùng ở lần cấy đầu tiên.

1.2. Cấy phân sinh mô giống Cymbidium trên môi trường lỏng (Donald E. Vimber 1963)

+ Vật liệu cấy:

chồi nhỏ 3cm được tách ra khỏi Cymbidium dang trồng, bỏ những lá ngoài ra, khử trùng bề mặt chồi 10 phút trong dung dịch hipoclorit canxi 2%. Những lá còn lại được bóc ra khỏi chồi và lúc ấy ta thấy được phân sinh mô đỉnh (Apical meristem). Cắt những mô cấy của mô phân sinh này đặt trong flask.

+ Điều kiện nuôi cấy :

- Môi trường Knudson C.

- pH = 5, 2

- Ánh sáng: 1.000lm/m²

- Quang kỳ: 14 giờ.

- Nhiệt độ : 22°C.

- Flask 250ml chứa 25ml môi trường.

- Máy lắc : 2 vòng/phút.

+ Quan sát và kết quả :

Trong vòng 1 tuần mô cấy có màu xanh, dấu hiệu của sự phát triển. Khoảng 1 tháng, phát triển thành plbs ed đường kính 4mm. Sau 2 tháng lấy plbs cắt thành 20 mảnh và cấy chuyền vào môi trường mới, plbs sẽ phát triển tương tự. Tuy nhiên cấy chuyển đến lần thứ năm bj hiện tượng clorotic, do đó chỉ nên cấy chuyển đến lần thứ ba trong thời gian từ 4 - 5 tháng cũng cho kết quả hàng trăm cây con từ một mô cấy.

Kết luận :

- Mô cấy Cymbidium được cấy trong môi trường lỏng sẽ hình thành plbs nhanh hơn môi trường đặc,

-Cấy chuyển plbs quá năm lần, sẽ bị hiện tượng clorotic.

1.3 Đối với loài đa thân Cấy mô phân sinh dinh (apical meristem) và mô phân sinh bên (lateral meristem) của Cymbidium trên cùng một lúc hai môi trường lỏng và đặc (Yonco sagaw, t. Shoji và t. Shoji 1966)

+ Vật liệu nuôi cấy :

Những chồi trên các hướng (Lead) dài 8 - 10cm hoặc chồi mới mọc từ giả hành già được đâm trong dớn ẩm đều dùng được. Từ chồi mới ta tách ra 3 lá, sẽ thấy được các chồi nách, nhúng chồi vào dung dịch clorox 10% (hipoclorit natri) để khử trùng, cắt chồi nách (axillary buds) thành mô cấy với thể tích 2-3mm², nhúng trong dung dịch clorox 1% trong 3 phút để khử trùng một lần nữa.

Tiếp tục tách 5 - 7 lá nữa, chừa lại một lá cuối cùng nhúng mầm vào clorox 5% từ 5 - 8 phút. Cắt chồi ngọn (apical bud) thành mô cấy với thể tích 2 - 3m * m ^ 2 bằng 4 đường dọc và 1 đường ngang, cuối cùng nhúng vào dung dịch clorox 1% trong 3 phút.

+ Điều kiện nuôi cấy:

- Có thể dùng 1 trong 2 môi trường Vacin và Went, hoặc Knudson C.

- pH = 5, 2

- Ánh sáng : 1.2lm / (m ^ 2)

- Quang kỳ: 14 giờ.

- Nhiệt độ : 22 - 25°C.

- Máy lắc : 100 vòng/phút.

+ Quan sát và kết quả:

Sau thời gian từ 4 đến 6 tuần, sẽ xuất hiện các plbs với đường kính 2 - 3mm cắt làm 3 - 4 mảnh, cấy chuyền vào môi trường mới, các động tác này cách nhau 10 ngày. Muốn tạo các cây con để nguyên plbs: sy deاش

Nên sử dụng môi trường lỏng cho việc nuôi cấy, mô cấy có thể to tới thể tích 5mm2, mô cấy được nuôi trong thời gian từ 3 - 4 tuần trong môi trườg long, sau đó chuyển sang môi trường đặc khoảng 2 tuần thì xuất hiện plbs. doia

+ Kết luận :

- Không có sự khác biệt về thời gian hình thành plbs, giữa môi trường đặc và đồng thời dùng 2 môi trường lỏng và đặc cùng lúc.

- Nếu dùng môi trường lỏng, kích thước mô cấy có thể lớn đến 5mm.

- Chồi ngọn và chồi bên đều có hình thành plbs.

2. Cấy mô nhóm 2: trung bình.

2.1. Cấy mô phân sinh ngon và mô phân sinh bên của giống Cattleya (ROBERT M.SEULLY JR. 1967)

+ Vật liệu cấy:

Có thể dùng tất cả các mô phân sinh trong các tược đang mọc hoặc tại những mất bất động đang ở trạng thái hưu miên, mô phân sinh có thể là phân sinh mô đỉnh hay phân sinh mô bên.

Các chồi sinh dưỡng có chiều dài 1 - 8cm đều có thể dùng được, các chồi được cắt lìa khỏi giả hành và được khử trùng trong clorox 20%, khi tách ra khỏi chồi cũng phải khử trùng bề mặt chồi trong 5 - 10 phút bằng dung dịch trên.

Phân sinh mô bên được tách ra bằng các đường như hình vẽ, sau khi đã tách 1 - 2 lá non.

Phân sinh mô đỉnh được lấy ra bằng cách tiệptuc tách hết các lá còn lại chỉ chừa lại một lá duy nhất trên chồi, cắt 4 đường dọc như hình A và một đường nằm ngang, thể tích của mô cấy khoảng từ 1 -2 m2, phân sinh mô bên được lấy như hình B.

+ Điều kiện nuôi cấy ;

- Môi trường Vacin và Went + 25% nước dừa.

- Môi trường Morel + 10% nước dừa + 1 phần triệu ANA.

- pH 5 - 5, 2 .

- Ánh sáng 1 - 1.8lm / (m ^ 2)

- Nhiệt độ 23°C + 1°C

- Fla sk chứa 5ml môi trường lỏng (hoặc 20ml môi ờng đặc cộng thêm 0,8% Dicfo bacto agar).

- Máy lắc 160 vòng/phút.

+ Quan sát và kết quả :

Trong thời gian từ 2 - 5 tuần, tùy theo sự phát triển của mô cấy, ta sẽ cắt ngang hoặc dọc khối mô này, nuôi tiếp tục trên máy lắc khoảng 2 tuần. Sẽ cấy chuyền plbs trở lại, nếu plbs để yên tĩnh sẽ phát triển thành cây với rễ thật tốt, trong thời gian từ 6 - 8 tuần.

+ Kết luận :

Plbs chỉ hình thành trên các môi trường Vacin và Went hoặc Morel có thêm nước dừa.

2.2. Cây phân sinh mô giống Dendrobium (YONEO SAGAWA, T. SHOJI VÀ T. SHOJI 1967)

+ Vật liệu và phương pháp:

Vật liệu cấy có thể là mô phân sinh ngọn hay mô phân sinh bên, thể tích của mô cấy từ 2 - 4mm² được khử trùng như các phương pháp bình thường. Cuống non là khoảng cách giữa 2 mắt ở tược. Cùng được thừ nghiệm với các mô cấy tương tự.

+ Điều kiện nuôi cấy :

- Môi trường Knudson (long + 5% nước dừa).

- Môi trường Knudson ( ac + 11 phần triệu ANA).

- pH 5,2.

- Ánh sáng 1 - 1.7lm / (m ^ 2)

- Quang kỳ: 14 giờ.

- Nhiệt đọ 27°C.

- Máy lắc 160 vòng/phút.

+ Quan sát và kết quả :

- Phân sinh mô ngọn cho kết quả rất tốt.

- Những mô cấy của phân sinh mổ bên ở phần cuối thân, có kết quả tốt trên môi trường Knudson C.

- Mô cấy từ cuống non không tạo plbs.

Sự phát triển của mô cấy theo 3 cách :

Khối mô phồng lên của mô cấy phát triển thành một, hay nhiều chồi trong nhiều tháng nuôi cấy, hoặc mô cấy có thể tạo thành khối xanh trong 45 ngày. Trong 45 ngày kế tiếp khối mô này mới tổ chức thành plbs, nếu cắt plbs này sẽ cho plbs nhiều hơn nữa hoặc để yên nó sẽ tạo thành cây con.

+ Kết luận :

- Sự hình thành plbs không xảy ra dot o những phần có sự hiện diện của lá non.

- Những mảnh cắt ngang có nhiều plbs hơn các mảnh cắt dọc.

- Những plbs có lá, thường cho ra chồi chứ ít cho ra plbs.

- Plbs của Dendrobium gần giống Cymbidium.

3. Cấy mô nhóm 3 : các loài thuộc nhóm đơn thân.

3.1. Cấy mô phân sinh Rhynchostylis (M. VAJRABHAYA T. VAJRABHAYA 1970).

+ Vật liệu và phương pháp :

Dùng các búp chồi ngon và chồi bên của cây Rhynchostylis rừng, có kích thước trung bình, các búp này được lấy bởi phương pháp tương tự do Sagawa và T. Shoji và T. Shoji (1966) đã mô tả :

+ Điều kiện nuôi cấy :

- Môi trường đặc.

- pH 5,2.

- Ánh sáng 2 - 3lm / (m ^ 2)

- Quang kỳ: 14 giờ.

- Nhiệt độ 24 - 27°C.

- Ống nghiệm 21 x 173mm.

+ Quan sát và kết quả :

Trong tuần lễ cấy đầu tiên, hầu hết những khôi sinh mô gia tăng kích thước đáng kể, và một bộ phận sinh trưởng như lá đầu tiên hóa màu xanh nhạt. Từ 1 đến 4 tuần, chỉ có vài đỉnh sinh trưởng trong số 30 trở nên xanh và khỏe mạnh, một số trở thành nâu và chết đột ngột. Và cuối giai đoạn 2 tháng, chỉ có 1 đỉnh sinh trưởng còn sống sót và mọc nhanh thành plbs lớn đường kính 1em, plbs được cất và chuyển sang 10 ống nghiệm chứa cùng môi trường, tất cả các mô đều tăng trưởng tốt nhưng khá chậm so với mô Dendrobium cùng một môi trường, đến thế hệ thứ 5, các plbs không có biểu hiện của sự mất sức hay bất thường, 1 plbs từ thế hệ thứ 2 đã phân hóa thành cây hoàn toàn. Kết quả tương tự cũng đạt được với các thí nghiệm tiếp theo với 2 lần lặp lại.

+ Kết luận :

Mặc dù kết quả không được khả quan trên phương diện thương mại, nhưng qua thí nghiệm này giúp người ta hiểu biết khá sâu sắc về việc cấy mô một loài thuộc nhóm đơn thân. Người ta tin tưởng rằng, sự thêm vào môi trường các chất phụ trợ tăng trưởng không những kéo dài đời sống của các mô cấy và gia tăng hoạt tính của khối mô cô lập. Sự thất bại ở một số ống nghiệm của cùng một loài có lẽ là do sự thất bại chất phụ trợ tăng trưởng, hay sự tích lũy các sản phẩm phế thải chung quanh khối mô để ngăn trở tiến trình sinh lý bình thường và có lẽ còn nhiều yếu tố khác chưa được biết đến.

3.2. Cấy đỉnh tược (shoot tip) Vanda lá tròn (JOHN KUNISAKI, KANG-KWUN KIM, YONEO SAGAWA 1972)

+ Vật liệu và phương pháp :

Mắt của cây Vanda Miss Joaquim được lấy từ lá thứ năm trở lên vì ở dây mô còn mềm và mọng dễ tách lấy chồi bên. Trước hết cắt lá bỏ đi, thân được cắt tại các đốt thành những đoạn nhỏ, các đoạn này được khử trùng trong dung dịch clorox 10% trong 10 phút. Sau đó cắt rời mắt ra khử trùng lần nữa trong clorox 5% trong 5 phút, tách chồi nách và rửa trong nước cất vô trùng và chuẩn bị cấy.

Điều kiện nuôi cấy ;

Dùng môi trường Vacin và Went đặc hay lỏng.

Với các điều kiện khác theo phương pháp mà Kim và các cộng sự của ông đã mô tả 1970.

+ Quan sát và kết quả :

Sau 1 tháng rưỡi đến 2 tháng nuôi cấy, 27 chỗi còn sống trong 38 chồi cắt và chỉ có 24 chồi phát triển thành dạng bán cầu. Giai đoạn này phải tách những lá bao và chóp lá mầm ra khỏi chồi, nếu không làm như vậy các cơ quan sinh trưởng sẽ không phát triển thành mo cấy đầu tiên (original explant) thay vào đó các chồi nguyên thủy chỉ mọc thành một cây đơn độc.

Sự sinh sản bắt đầu xảy ra trên mô cấy từ 2 - 4 tháng. Sau khi cắt lần thứ hai. Khi các cơ quan bắt đầu hình thành và phát triển thì sự sinh sản cũng đang xuất hiện phía dưới bề mặt các mô. Khối mô tăng trưởng nhanh và lớn hơn trong môi trường lỏng và không còn phân cắt mô, vì mô được phân chia khi môi trường bị lắc trên máy. : qhiq

Khi một cơ quan tăng trưởng đầy đủ về mặt số lượng, thì khối mô này lại được cấy chuyển sang môi trường V và W + 15% nước dừa + 10% sacaroz. Các cơ quan nuôi cấy tăng nhanh và phát triển thành cây con có rễ và sẵn sàng đem ra chậu chung.

+ Kết luận :

Vanda Miss Joaquim được nhân giống vô tính thành công bằng phương pháp cấy đỉnh tược (shoot tip), nhưng chổi đỉnh và chối bên tách ra được nuôi cấy trong môi trường đặc cho đến ngày những lá bao và chóp lá mầm được tách ra khỏi chồi, việc tách này rất cần thiết cho sự tăng trưởng và phân chia tế bào nếu không mỗi khối mô đầu tiên chỉ xuất hiện một cây con, những chồi được tách lần nữa sẽ tăng lên với số lượng lớn và chẳng bao lâu sẽ được cấy chuyền vào môi trường lỏng. Các cơ quan sẽ tăng trưởng nhanh hơn trong môi trường lỏng có chứa nước dừa và dưỡng chất vô cơ cơ bản. Để hình thành cây con, các thể tăng trưởng này được đưa vào môi trường đặc có chứa nước dừa, dưỡng chất vô cơ căn bản và 10 - 20g/1 sacaroz thì cho kết quả tốt nhất.

Ngoài loài Vanda Miss Joaquim nhị bội và tứ bội, loài Vanda Diana White Wing và Vanda Nellie Morley cũng đã nhân giống vô tính thành công bằng phương pháp này.

3.3. Cấy đỉnh tược (shoot - tip) lan Vanda lá dẹp: (Chris K.H. Teo, John T. Kunisaki, Yoneo Sagawa 1973).

+ Vật liệu và phương pháp :

Chồi đỉnh và chồi nách (apical bud and lateral buds) từ 10 cây mạ có từ 8 đến 12 của Vanda Insignis x Vanda tessellata được cắt theo như phương pháp được mô tả bởi Sagawa và các cộng sự (1966) dùng cho Cymbidium.

+ Điều kiện nuôi cấy :

- Môi trường V. và W

- Ánh sáng 2.000lm/m².

- Quang kỳ 24/24 .

- Nhiệt độ 26 + 3 deg * C

- Máy lắc với 160 vòng/phút.

Quan sát và kết quả :

Tổng số 57 mô cấy từ 10 cây lan kể trên, chỉ có 21 mô cấy không bị nhiễm trong tuần lễ đầu và sau 2 tháng rưỡi chỉ còn 14 mô cấy tăng trưởng.

Những mô cấy trong môi trường lòng khởi đầu phồng lên rồi trở thành hình bán cầu, tùy theo sự phát triển của lá mầm, ở giai đoạn này lá mầm (Leaf primordia) và đỉnh tam giác phải được lấy đi khỏi mô cấy, nêu không cơ thể tăng trưởng sẽ không mọc ra khỏi Explanta nguyên thủy này. Những kết quả tương tự được mô tả bởi Kunisaki và cộng sự ở phần trên.

Mô cấy chuyền trên V. và W. - Su + 15% nước dừa xanh hơn và tăng trưởng nhanh hơn môi trường như trên có thêm dường sacaroz. Không giống Cymbidium, Vanda không cần cắt plbs, những plbs bị phân chia bởi máy lắc. 

Trên môi trường V. Và W.+15% nước dừa, không có đường. Sự sinh trưởng thân cây có ưu thế, nhưng người ta không thấy 1 cong rễ nào cây con phân hóa trên môi trường đặc và cuối cùng sẽ phát triển trở thành những cây lớn mạnh thích hợp để chuyển vào chậu chung.

+ Kết luận :

Những kết quả trên chứng tỏ rằng, có thể nhau giống vô tính thành công lan Vanda bằng phương pháp cấy đỉnh tược những chồi bên, còn chổi đinh bị cất daje nuôi cấy lúc đầu trong môi trường lòng V. và W. có thêm 15% nước dừa, việc tách mầm và chóp lá mầm rất cần thiết để kích thích sự tăng trưởng. Sau khi mô cấy phồng lên người ta quan sát thấy sự tăng trưởng nhanh hơn và mô cấy nhanh hơn. Khi sự cấy chuyền được thực hiện trên môi trường lỏng có 15% nước dừa, nhưng không có đường, sự phân hóa của mô thành công chỉ đạt được khi mô cấy được cấy chuyền trên môi trường đặc Vacin và Went.

3.4 Cấy đỉnh tược lan Phalaenopsis (Oradee Intowong, Yoneo Sagawa 1974).

+ Vật liệu và phương pháp:

Mô cấy được lấy từ chồi sinh dưỡng có 6 - 7 lá, sau khi bị tách phiến lá ra khỏi trục tược, khử trùng 15 phút trong dung dịch clorox 10% với 1 giọt trên 20 pha trong 100ml chất lỏng. Sau đó tách phần gốc lá, khử trùng lần nữa trục tược (shoot axit) trong dung dịch clorox 5% rồi đem rửa 3 phút trong nước cất vô trùng.

Nhiều mô cấy với thể tích 2 - 3mm² của chồi đỉnh (terminal buds) gồm có mô phân sinh ngọn 2 - 4 lá đầu tiên và chôi nách được bao phủ bởi các vảy tương tự như lá và thường mang từ 2 - 3 mô cấy được lấy đi để cấy.

+ Điều kiện nuôi cấy :

- Môi trường lỏng Vacin và Went + 15% nước dừa.

- Môi trường đặc Vacin và Went + 0,9% agar.

- Ánh sáng : 2.000 lm/m²

- Quang kỳ: 24/24

- Nhiệt độ: 25°C + 2°C 

- Flask 50ml chứa 20ml môi trường.

- Máy lắc 160 vòng/phút.

+ Quan sát và kết quả :

Mô cấy được cấy trong môi trường lỏng trên máy lắc, thay đổi môi trường mỗi 10 ngày trong 1 tháng và sau

đó chuyển sang môi trường đặc. Mô cấy của chồi đỉnh, chồi nách sẽ tạo ra những thể giống plbs màu hơi vàng trong vòng một tháng trên môi trường đặc.

Lúc cấy chuyển sang môi trường đặc không đường, plbs trở nên xanh nếu plbs được đặt yên tĩnh trong môi trường đặc sẽ tạo cây con và sẵn sàng chuyển vào chậu chung đặt trong nhà kiếng từ 3 - 5 tháng.

Cấy chuyền thường xuyên trong môi trường mới không đường, sẽ dẫn đến kết quả là tạo plbs.

Với kỹ thuật này nhiều cây Phalaenopsis amabilis, P. Star of Santa Cruz, P. Surfrider (Juanila x Doreen)., P. Ruly lip (P. Chief tain x P. Zada), P. Arcadia x P. Cochlearis được sản xuất.

Kết luận :

Cấy đỉnh tược lan Phalaenopsis theo báo cáo trên chỉ thành plbs trong môi trường đặc không đường.

4. Cấy mô các bộ phận khác của cây lan ngoài phân sinh mô

Đây là một phương pháp cấy mô khá hoàn thiện để sản xuất những cây thành thục nổi danh, hiếm và quí nhưng tiến trình của phương pháp với những qui trình và thủ thuật tương đối phức tạp. Dù sao phương pháp này vẫn có ưu điểm là, không phải hy sinh một cây giống, một phần tăng trưởng mới hay ít nhất một chổi. Đây là phương pháp rất hữu hiệu cho các phòng thí nghiệm cấy mô không có vườn lan giống. Việc hy sinh một đỉnh lá, một phát hoa, một nốt cây cũng giúp nhà vườn dễ quyết định hơn là hy sinh các chòi tăng trưởng mới hay cả cây. Phần giới thiệu sau đây gồm nhiều phương pháp khác nhau.

4.1. Cấy đỉnh lá (leaf tip) của Laeliocattleaya (MARY ELLEN CHURCHILL, JOSEPH ARDITTI, ERNEST A. BALL1973)

+ Vật liệu và phương pháp :

Nhưỡng đỉnh lá non của Laeliocattieya được lấy khi còn nhọn, lý do các mô lấy trước khi sự phát triển các nốt có thể tạo ra mô sẹo (Calli), trong khi các mô cấy được lấy khi thấy ro các nốt rễ sẽ không tạo thành mô sẹo.

- Đỉnh lá với chiều dài 6mm-12mm, lấy ra khỏi lá non, rửa sạch bằng nước cất, sau đó khử trùng trong dung dịch Hypochlorit calci bảo hòa trong 10 phút.

- Đỉnh lá 2mm được lấy ra bằng dao scalpel hoặc lưỡi lam đã được khử trùng.

+ Điều kiện nuôi cấy :

- Môi trường Heller để tạo mô sẹo hoặc plbs.

- Môi trường Moel để tạo cây con.

- pH = 5 - 5, 3

- Ánh sáng 1.500m/m².

- Quang kỳ 18 giờ trên môi trường Heller va 12 giờ trên môi trường Morel.

- Flask 125ml chứa 50ml môi trường, vuol

- Máy lắc 60 vòng/phút.

+ Quan sát và kết quả :

Đỉnh lá vẫn xanh trong môi trường Heller đến ngày thứ 45, không có một dấu hiệu thay đổi bên ngòai, một số chết ở cuối thời kỳ này, một số khác phát triển thành plbs. Chúng mọc chậm trong 10 tuần dầu, sau đó tốc độ tăng trưởng tăng dần, nhiều chóp lá mầm được tạo thành và mỗi thể xanh tạo ra một số thân tương tự còn dính với nhau. Dĩ nhiên plbs được tạo ra và phát triển thành lá, rễ, cây con. Tuy vậy trong nhiều trường hợp, những cây con còn nói với nhau, khi tách ra mỗi phần tiếp tục tăng trưởng thành một cây bình thường. Dĩ nhiên sự phát triển thành cây chỉ thực hiện được, khi cấy chuyền plbs từ môi trường Heller long, sang môi trường Morel đặc.

+ Kết luận :

Ưu điểm của phương pháp là tạo được các cây con bằng phương pháp cấy mô, nhưng không hy sinh các bộ phận chủ đạo của cây. Đỉnh lá cây mạ rất dễ cấy trồng. nhưng không cung cấp một phương tiện nhân giống những cây được công nhận, tương tự phương pháp cây meristem cây mạ. Cả hai phương pháp đều mắc phải cùng khuyết điểm nên ngày nay không được dùng.

4.2. Cấy nốt Dendrobium

(Susanne K. Mosich, Ernest A. Ball, Joseph Arditti 1974).

+ Vật liệu và phương pháp :

Thân của loài Dendrobium C.V.Hawaii trưởng thành, lột bỏ lá, vảy khô, mô ngoài, thân được rửa và chải nhẹ với nước và xà phòng, sau cùng rửa lại dưới dòng nước.

Thân sạch được chia làm 3 loại : Phần đỉnh với 25. 33% các nốt, phần giữa 30 - 45% và phần đáy 25 - 33%.

Thân được cắt thành từng mảnh dài 2 - 3cm, phần đỉnh mỗi mảnh mang 3 chồi, phần giữa mỗi mảnh chỉ mang 1 chồi. Sau khi khử trùng phần đỉnh được phân chia bởi đường cắt thẳng góc giữa các nốt.

Sau khi khử trùng, phần nào bị đổi màu trên các mảnh được lấy đi và như thế chiều dài của mảnh ở phần đỉnh chỉ còn 0, 5 + 0 0,75cm. Và phần giữa và đáy 1, 5 - 2cm Chính điều này làm cho các nốt ở phần giữa và phần đáy hiện diện ở giữa mảnh chỉ còn cách mỗi đầu 0,75cm. Nếu phần đỉnh với các nốt gần nhau quá, sau khi khử trùng mảnh không được cắt thành từng nốt riêng rẽ mà chỉ lấy đi những phần đổi màu, chiều dài của mảnh khoảng 1,5cm, mang khoảng 2 nốt.

Các mảnh cấy được khử trùng trong dung dịch 6% Clorin (từ hipoclorit natri) với tỷ lệ 1 thuốc, 1 nước. Việc khử trùng phải dùng thời gian chỉ dẫn (nếu không mô sẽ bị chết). Phần đỉnh từ 5-7 phút, phần giữa 10- 15 phút và phần đáy 20 - 25 phút. Tiếp tục loại bỏ những phần đổi màu. Sau cùng nhúng vào nước cất khử trùng để chuẩn bị cấy

+ Điều kiện nuôi cấy :

- Môi trường Knop để tạo chồi.

- Môi trường Knudson C + 15% nước chuối tạo rễ.

 -Môi trường Murashige Skoog + 15% nước chuối tạo rễ.

- pH:

* 4,9 nếu môi trường Knop + 1,48mg axit transcinamic.

* 4,3 axit nếu môi trường Knop + 14,8mg (t CA).

* 3,89 nếu môi trường Knop + 148mg(tCA)

- Ánh sáng : 1.5lm / m²

- Quang kỳ: 16 giờ.

- Nhiệt độ : 22 - 25°C.

- Ống nghiệm : 25 x 180mm

- Quan sát và kết quả :

Chồi của nốt trong môi trường Knop thường bắt đầu phát triển sau 4 tuần lễ. Cây con phát triển sau 6 tuần, phần lớn không rễ nên được tiếp tục nuôi dưỡng trong môi trường này từ 2 - 3 tuần nữa. Sau đấy phải cấy chuyền chúng sang môi trường Knudson C hay Murashige và Skoog rễ sẽ phát triển sau 2 tuần được cấy chuyền sang môi trường mới, phần lớn rễ của chồi hình thành trong thời gian này.

Sự phát triển của chồi chỉ xảy ra trên môi trường có t CA điều này có vẻ hợp lý cho sự hoạt động của antiauxin, vì chất này đảo ngược sự ức chế gây ra bởi auxin mang đến từ phân sinh mô đỉnh. Nồng độ của toa có ảnh hưởng khác nhau trên các phần thân khác nhau. Phần đáy đòi hỏi một nồng độ t CA cao, có lẽ nó bị ức chế trong một thời gian dài. Citokinin cũng có thể thay thế tòan sự ưu thế của phân sinh mô đỉnh, nhưng trong thí nghiệm này, một mình nó không ảnh hưởng. Khi mà 2 chồi trên cùng một mảnh cắt, chỉ còn một trong chúng thường là phần đáy hình thành một đỉnh. Một trường hợp khác khi đỉnh phát triển bị phá hoại, chổi thứ 2 sẽ tăng trưởng, vì vậy có lẽ chồi đầu tiên ức chế các chồi khác.

Sự thiếu phát triển của rễ tại các phần đáy của chồi nốt có lẽ do sự hiện diện của ta và Citokinin trong môi trường cấy. Sự khởi phát của rễ, phụ thuộc vào auxin và sự có mặt của một chất đối kháng có thể ức chế nó. Ngoài ra, nồng độ citokinin cao cũng ức chế sự hình thành rễ.

+ Kết luận :

Phương pháp này, không loại trừ khả năng phải hy sinh sự tăng trưởng và ngay cả toàn thân, tuy nhiên nó xem là một sự thành công từ khi chỉ là một chồi thực vật đơn độc và những nốt cơ bản đã tiếp tục mọc lên những chồi mới. Phương pháp này đơn giản hơn và tỷ lệ của chồi phát triển từ cây cao hơn.

Tuy nhiên, các chồi chỉ phát triển trên từng mảnh cất chứa nốt Dendrobium, trên môi trường Knop với nồng độ axit trans-cinamic thích hợp. Thường các chồi không ra rễ, phải được cấy chuyền snag môi trường Murashige và Skoog có chứa 0,1 phần triệu AIA là môi trường rất tốt để tạo rễ. Kết quả sẽ cho một cây hoàn toàn phù hợp cho sự cấy chuyền sang môi trường trồng.

4.3. Cấy mô phát hoa (inflorescence) lan họ phu sarcanthinae (ORADEC INTUWONG, YONEO SAGAWA 1973)

+ Vật liệu và phương pháp :

Phát hoa với mầm hoa với nhiều giai đoạn phát triển khác nhau được lấy ra khỏi tược (shoot), do chiều dài, khử trùng 15 phút trong dung dịch clorox 10% với 1 giọt Twen 20 trong 100ml dung dịch. Sau đó tách lá bắc ra và khử trùng lần nữa trong dung dịch Clorox 5% trong 10 phút. Cuối cùng rửa sạch bằng nước cất vô trùng trong 3 phút.

+ Điều kiện nuôi cấy

- Môi trường V. và W.

- Ánh sáng 2.000lm/m².

- Quang kỳ 24/24.

- Nhiệt độ 26 + 3°C

- Flask 250ml.

- Máy lắc 160 vòng/phút.

-+ Quan sát và kết quả :uard guit

Phát hoa có chiều dài 1,5cm, khi cấy trong môi trường lỏng V. và W. + Su + nước dừa, tăng trưởng nhanh trong thời gian 20 - 51 ngày. Trong khi đó những phát hoa 3cm thì trục phát hoa (rachis = inflorescence axis) kéo dài và tạo ra 2 loại hoa : một loại đẻ non rồi đổi sang màu nâu, một loại khác phát triển bình thường rồi nởi em anh yêu v

Môi trường trong suốt đầu tiên sẽ vẩn đục và đổi màu nâu theo thời gian và ảnh hưởng đến việc tạo plbs.

Nếu không đổi môi trường trong thời gian 10 - 14 ngày, sự tăng trưởng của explant có tính cách hướng ngọn từ đáy lên đỉnh. Một khi plbs được tạo ra, phải cấy chuyển sang môi trường lỏng (V. và W. - Su - nước dừa), nếu không plbs sẽ đổi màu nâu. Muốn nhân thêm plbs, dem cấy chuyền plbs trong môi trường V. và W. - nước dừa - Su. Muốn tạo thành cây con, plbs cần được cấy chuyển trong môi trường ông V. và W. - Su + nước dita +PE + GB. Để duy trì sự sinh trưởng của cây, cây lại được cấy chuyền sang môi trường đặc V. và W. - Su + nước dừa + PE + GB

Sự phát triển của plbs từ khi cấy : phát hoa chậm lúc ban đầu nhưng gia tăng nhanh sau 50 ngày cấy chuyền. Lá xuất hiện sau 86 ngày tăng trưởng và đến ngày 106, chai cấy sẽ dày đặc, lúc này plbs ngưng tăng trưởng và 2 tháng sau rễ sẽ được hình thành.

Kết luận :

Phần nghiên cứu này chứng tỏ rằng, phát hoa 1,5cm của lan Sarcanthinae có thể được cấy vô trùng thành công, mô cấy sẽ tăng trưởng và phân hóa thành cây. Môi trường Vacin và Went, đường, nước dừa, chất chiết khoai tây (PE) chuối nhuyễn (GBmRB) được sử dụng để điều khiển sự sinh trưởng và phát triển. Phương pháp dùng phát hoa non cho việc cấy một phần các loài đơn thân (mericloning monpodial orchid), được giới thiệu để áp dụng có tính cách thương mại vì phương pháp này không đòi hỏi sự hy sinh một cây và cây cha mẹ không bị thoái hóa vì lấy phát hoa non.

4.4. Cấy mô các chồi bất định trên các mắt của Phalaenopsis (AN THÔNG TIN YAU TSE RIC-HARD J. SMITH; WESLEY P. HACKEN 1971).

+ Vật liệu và phương pháp :

Trục phát hoa Hồ điệp lại được cắt khi hoa gần tàn. Các mắt được làm sạch và tẩy trùng bằng phương thức của Scully, có 4 loại chồi khác nhau trên các khúc mắt được dùng trong thí nghiệm.

- Chồi nguyên vẹn được dùng để kiểm chứng.

- Chồi bị làm chấn thương bằng cách cắt bỏ 2/3 chồi theo mặt cắt song song với trục phát hoa và như thế mặt cắt sẽ nghiêng với hướng mọc một góc a.lux về tài

- Chồi bị làm chấn thương bằng cách cắt chồi làm hai qua mặt cắt theo trục.

- Đâm dọc chồi bằng một kim nhọn từ đỉnh xuống gốc.

+ Điều kiện nuôi cấy

- Môi trường Murashige và Skoog (M+S).

- Môi trường Knudson C.

- pH = 5, 8

- Ánh sáng 5.000lm/m².

- Quang kỳ 14 giờ.

- Nhiệt độ 21°C.

- Dụng cụ đựng môi trường là lọ thuốc nhỏ chứa 10ml.

Hai tuần lễ sau các chồi nguyên vẹn phồng lên và phát triển thành tược, trong khi các chồi bị chấn thương đã tạo mô sẹo. Từ 6 - 8 tuần người ta có thể quan sát thấy các chồi bất định nhỏ màu xanh, trên mô sẹo. Kết quả cho thấy rằng mặt cắt nghiêng 2/3 chồi và đâm dọc chồi được coi là phương pháp tốt nhất và môi trường M S + 2mg / 1 NÂ là môi trường tốt nhất - Mặc dù phần lớn các chồi phát sinh bất định từ mô sẹo, vẫn có một ít phát sinh không bất định từ các chồi bên còn lại trên mặt chấn thương. Sau 10 tuần lễ khi các chồi bất định vừa đủ lớn thì chúng được lấy ra, biểu hiện lúc ấy là các lá hình thành; chồi đạt được chiều dài 5 - 10mm và rễ bắt đầu xuất hiện. Cây con được lấy ra trong điều kiện vô trùng, được trồng trên môi trường Knud son C và xử lý như cây con trồng hạt. Khi cây con được lấy ra, các chồi khác vẫn hình thành và phát triển. Tuy nhiên nếu để một số lượng quá nhiều trên một mắt thì các chồi lớn cản trở sự phát triển các chồi nhỏ. Để đảm bảo các chồi phát triển liên tục ta cấy chuyền các khúc mắt lúc đầu tiên sang môi trường mới khi các chồi được lấy ra hoặc khi môi trường khô và cạn chất dinh dưỡng.

+ Kết luận :

Đây là phương pháp nhanh chóng và luân phiên để nhân giống hồ điệp. Nhờ chấn thương, chúng ta sẽ đạt được nhiều cây con hồ điệp hơn so với các khúc mắt bình thường chỉ cho một cây con duy nhất.

Tiến trình này tương tự việc cấy mô phân sinh ở chỗ là, có được cây con ngay qua sự phân hóa và sự thành lập mô sẹo do sự phân phân hóa tiếp theo sau, nhưng khác ở điều là, không dùng mô phân sinh ngon mà là chồi bị chấn thương.

Đặc tính di truyền mà các cây con nhận được một cách bất định từ mô sẹo không được xác định, Malnassy và Shimade đã chứng minh rằng, có tính bất ổn về di truyền trong mô cấy mặc dù các loài để xác định không có liên hệ gần gũi với Phalaenopsis.

5. Cấy mô nhóm 5 : diandrae.

Cho đến khi viết chương này, chúng tôi vẫn chưa tìm kiếm được một thông tin đáng tin cậy về việc thực hiện thành công cấy mô các loài lan thuộc nhóm Dianrae.

Tác giả bài viết
Nguyễn Công Nghiệp